Der sehr große Schnegel kann auch in grau oder weißlich vorkommen. Die Tiere haben eine dreigeteilte Sohle, deren äußere Felder dunkler sind. L. Cinereoiger ist die größte einheimische Nacktschnecke und kann bis 30 cm lang werden.
Dieser hier war an der Donauversickerung bei Geisingen.
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Die Posthornschnecke ist eine Wasserlungenschnecke.
Sie erreicht mit den 4 bis 5 Windungen bis zu 4 cm.
Die Atmung erfolgt hauptsächlich über die Haut, daher kommen Posthornschnecken bei ausreichend sauerstoffhaltigem Wasser seltener als andere Wasserschnecken an die Oberfläche, um Luft zu holen. Am Kopf kann man die beiden nicht einziehbaren Fühler sehen, wobei sich die Augen an deren Basis befinden. Zusätzlich besitzen sie auch deutlich ausgeprägte Lippen.*
Sollte ein Austausch der Atemluft notwendig werden, so lassen sich die Tiere von der höchsten Blattspitze an einem Schleimfaden zur Wasseroberfläche treiben. Nach erfolgter Atmung wird derselbe Schleimfaden für den Rückweg benützt, auch andere Artgenossen verwenden diesen Weg zur Wasseroberfläche.*
Der Körper dieser Schnecke ist fast schwarz, sie ist jedoch die einzige europäische Vertreterin, deren Blut durch Hämoglobin rot gefärbt ist. Gelegentlich kommen unpigmentierte Exemplare vor, dann erscheint der Körper durch das Hämoglobin leuchtend rot. Durch diese Besonderheit kann die Posthornschnecke auch in sehr sauerstoffarmen Gewässern überleben.*
Nach: https://www.donauauen.at/wissen/natur-wissenschaft/fauna/posthornschnecke-planorbarius-corneus
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30.07.2022
Malakazoologen sind diejenigen, die Schnecken bestimmen und untersuchen. Leider sind diese Zoologen bis heute eher Schnecken Leichenfledderer und “Häuslesammler”. Jetzt wollte ich aber unsere einheimischen Schnecken bestimmen und fotografieren, ohne diese irgendwie zu stören.
So kam mir die Idee, nach meinen umfassenden Untersuchungen mit dem Alpenveilchen, bei den Schnecken ebenso mit der DNA zu arbeiten.
Durch Recherche fand ich, dass es eine umfassende Datenbank auf NCBI gibt über 16S als Marker für verschiedene Schnecken (1).
In meinem Labor benutze ich grundsätzlich keine giftigen Chemikalien wie Phenol, Mecaptoethanol oder Chloroform, die man normaler Weise zum Aufreinigen von DNA verwendet. Deshalb habe ich ein Protokoll entwickelt, das für Schnecken funktioniert ohne diese auf irgend eine Weise zu verletzten oder diese Chemikalien zu verwenden.
Dann haben Schnecken viele Polysaccharide, sogenannte Mucopolysaccharide und auch Glycogen. Diese können die PCR stören oder auch die DNA zum scheren bringen. Wenn die DNA geschert ist, erkennt man dies an “Wölkchen” als PCR Produkt. Falls kein PCR Produkt erscheint, ist es auch möglich, dass die DNA nicht in Lösung ging und noch im Eppi klebt.
Ich habe ziemlich viel Zeit in dieses Protokoll investiert und will es hier gerne mit interessierten Menschen teilen.
Ausgangsmaterial ist ein Abstrich mit einem Wattestab (Swab).
Hierbei wird sich die Schnecke zurück ziehen, das macht aber nichts.
Dann kommt der Kopf vom Swab in ein Eppi. Ich schneide oft nur den Teil der Watte ab der mit der Schnecke in Berührung kam. Hier ist aber äußerste Vorsicht geboten, da eine Kontamination mit menschlicher DNA durchaus möglich ist.
Je Eppi nehme ich 800 µl WB Buffer, plus 20 µl DTT, plus 20 µl Proteinase K. Der Puffer mit der Watte kann hier bei -20° Grad weggefroren werden für eine spätere Extraktion.
WB Buffer
100 mM TrisHCl pH 7.6
5 mM EDTA
350 mM Sorbitol
1 % PVP 40
2 % CTAB
2 M Na Cl
Der 1. Schritt ist für manche Schneckenarten wichtig, kann aber erst mal weggelassen werden.
Das Sorbitol verbindet sich mit den Mucopolysacchariden und das PVP Polyvinylpyrrolidone (molweight 40000) entfernt die Polyphenole.
Dies alles wird gut gemischt. Wenn das Eppi mit dem Puffer und der DNA erst aufgetaut werden soll, dann stelle ich dies kurz auf den Heizblock bei 60°C. Dann kommt der Waschschritt:
Das Eppi kommt bei 8000 rpm für 10 Minuten in die Zentrifuge.
Danach schwimmt wohl das Sorbitol mit den Mucopolysacchariden und das PVP mit den Polyphenolen oben und die DNA mit CTAB befindet sich unten.
Also pipettiert man diese oben weg. Dies mache ich nach Gefühl, so etwa die oberen 500 µl der Lösung kommen weg.
Auf die Watte und den unteren Teil kommt dann 800 µl EB, plus 50 µl SDS (10 %) plus 20 µl DTT, plus 20 µl Proteinase K.
EB Buffer
10 mM TrisHCl pH 7.6
10 mM KCl
10 mM MgCl2
400 mM NaCL
2 mM EDTA
1 % CTAB
1 % PVP40
CTAB Puffer löst man am besten über Nacht und nicht zu stark schütteln, schäumt! Das SDS im EB Puffer trübt den Puffer ein, ist aber kein Problem, im Heizblock wird der Puffer wieder klar.
Proteinase K
20 mg/ml in 100mM Tris pH 8,6, 6 mM CaCl2, 50% Glycerin. Lagern bei -20°C.
Proteinase K ist am meisten aktiv bei 65°C mit SDS und sollte mindestens 1x im Jahr neu angesetzt und alliquotiert werden.
DTT
1 g DTT in 6,5 ml H2O oder 1M. Aliquotieren und bei -20°C lagern. DTT oxidiert schnell, deshalb lieber öfters neu machen. DTT ist ein Reduktionsmittel für Disulfidbindungen
Das Eppi mit EB, SDS, DTT, und Proteinase K wird vorsichtig gemischt und kommt bei 60°- 65°C für vier Stunden in den Heizblock. Ab- und an das Eppi bisschen bewegen und mischen, aber nicht zu doll, sonst kann die DNA scheren. Ich hatte es auch schon deutlich länger auf dem Heizblock und danach bei Raumtemperatur (2 Tage), ohne nennenswerte Verluste.
Nach dem Verdau werden 700 µl abpittetiert – diesmal möglichst von unten. Dies kommt mit 600 µl Isopropanol in ein neues Eppi und wird vorsichtig gemischt. Das alles bei Raumtemperatur! Dann wird die DNA 60 Sekunden bei 10 K rpm abzentrifugiert (gerne auch mehr, kann ich aber nicht). Nicht zu lange oder zu kalt, sonst kommt unerwünschtes irgendwas mit oder das Pellet lässt sich nur schwer wieder lösen.
Danach kann man das Pellet mit 70% kaltem EtOH waschen und trocknen. Ich trockne immer ein paar Stunden auf der Bench. Lösen tu ich es mit etwa 50 µl Bidest meist über Nacht auch auf der Bench.
Es ist wichtig eventuelle Reste der Proteinase K zu deaktivieren, da sonst die Taq verdaut wird! Deshalb erhitze ich hier die DNA nochmal etwa 10 Minuten bei 80 °C.
Falls die PCR später nicht funktioniert, kann das am ehesten an der DNA liegen. Natürlich nur, wenn man sich mit den Primern sicher ist. Hier empfiehlt sich eine positiv Kontrolle. Probleme mit der DNA kann z.B. von der Proteinase K kommen. Meiner Erfahrung nach kann man da mit der Konzentration und der Verdauzeit eher hoch gehen, als runter. RNAse benutze ich meistens keine.
Dann wieder die Mucopolysaccharide, Polyphenole und auch Glycogen. Diese können die PCR stören oder auch die DNA zum scheren bringen. Wenn die DNA geschert ist, erkennt man dies an “Wölkchen” als PCR Produkt. Hier muss man nochmal alles neu machen. Vielleicht einen 2. Schritt mit dem WB einfügen. Falls kein PCR Produkt erscheint, ist es auch möglich, dass die DNA nicht in Lösung ging und noch im Eppi klebt.
Nein, genomic DNA kits haben bei mir zu keinem Ergebnis geführt. Nicht mal bei der Schnirkelschnecke, die echt einfach ist. Aber ich will hier ein schnelles Protokoll einfügen, das man zuerst probieren kann:
Als Puffer geht womöglich auch einfacher PCR Puffer mit Proteinase K, SDS und DTT. Verdau möglichst über Nacht. Was ich gerne mache ist, die DNA nach dem Verdau einfach in Roti-Spin MINI-100 (Art. CL-15.1) von Roth. Das kann man da dann mit Bidest waschen und dann in 50 µl H2O aufnehmen. Also mit “einfachen” Tieren funktioniert dies einwandfrei.
Ich möchte nochmals darauf hin weisen, dass Proteinase K relativ frisch sein muss, mit SDS aktiviert wird und DTT oxidieren kann.
Bei mir war meist alte Prot K der Knackpunkt. Am besten alliquotieren und wegfrieren, nach nem halben Jahr kann man das dann meinst auch vergessen. Etwas SDS im Gelladepuffer bringt bessere Banden bei kleinen PCR Produkten.
Die Primer sind alt bekannt und wurden 1991 von Palumbi veröffentlicht (2). Ich habe sie allerdings etwas modifiziert:
HM106f – CGGCCGCCTGTTTATCAAAAACAT
HM107r – GGAGCTCCGGTTTGAACTCAGATC
PCR: 30 cycles mit annealing 56°C und Phusion Taq (NEB)
Die Bande wird ausgeschnitten, mit dem Monarch DNA kit von New England Labs aufgereinigt, bei GATC in Köln mit Primer HM103 sequenziert und die Sequenz mit NCBI Blast abgeglichen.
Hier das Ergebnis mit meinem ersten Versuch, der oben abgebildeten Posthornschnecke.
(1) Razkin et al., Molecular phylogeny of the western Palaearctic Helicoidea (Gastropoda, Stylommatophora). Molecular Phylogenetics and Evolution, Volume 83, Pages 99-117 (2015)
(2) Palumbi, S.R., Martin, A., Romano, S., McMillan, W.O., Stice, L., Grabowski, G., The Simple Fool’s Guide to PCR, Version 2.0. Department of Zoology, University of Hawaii, Honolulu, HI. (1991)
(3) Jean-René Arseneau, Royce Steeves, Mark Laflamme, Modified low-salt CTAB extraction of high-quality DNA from contaminant-rich tissues. Mol Ecol Resour (2017) DOI: 10.1111/1755-0998.12616
(4) Peter W. Inglis, Marilia de Castro R. Pappas, Lucileide V. Resende, Dario Grattapaglia, Fast and inexpensive protocols for consistent extraction of high quality DNA and RNA from challenging plant and fungal samples for high-throughput SNP genotyping and sequencing applications, PLOS one (2018) https://doi.org/10.1371/journal.pone.0206085
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Die Baumschnecke hieß früher Helix rufescens (Lais 1925) und wird auch Gefleckte Schnirkelschnecke oder Baumschnirkelschnecke genannt und ist noch relativ häufig.
Ähnlich wie auch die Bänderschnecken soll Arianta arbustorum durch Drosseln verbreitet werden.
Unsere hier war auf dem Weg neben dem Römerbad in Hüfingen zu finden.
Wie die 16S rDNA sequenziert wurde bitte hier schauen.
Arianta arbustorum|26|42AF40
TAAGTTGACTTATAATTGAAGTCTAGAATGAATGAATATACGGGCAGCAACTGTCTCAAAAGTATTTTTGCTAATTTAGTTACCAAGTGCAAATACTTGAAGTTATAAAAAAGACGAGAAGACCCTAGAAACTTAATTAATTTTGTTGGGGCGACAGAATTACAATATAAACTAATTTTCTATTACAGGAAACGTAGGTGAAAGAGCAAGTTACTCTAGGGATAACAGCGTAATTTAATTTAAGTTTGCGACCTCGATGTTGGACTAGGTATAGTAGTTTTTA
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01.05.2020
Die Märzenschnecke wird auch als Weiße Turmschnecke, Zebraschnecke oder Kaiserstuhlschnecke bezeichnet und gehört zur Familie der Vielfraßschnecken.
Die Märzenschnecke bevorzugt sonnige und trockene Standorte wie Magerrasen und Weinberge. Deshalb wurde sie im Kaiserstuhl von den Winzern nahezu ausgerottet.
Die Märzenschnecke wird in Deutschland als stark gefährdet angesehen und steht auf der Roten Liste Kategorie 2.
Unsere Märzenschnecke hier lebt auf dem Magerrasen am Hang vom Fürstenberg.
Wie die 16S rDNA sequenziert wurde bitte hier schauen.
Zebrina detrita|24|42AF37
GTGCTATCCTGCCCGGTGATTTTGTTTAACGGCCGCAGTACTTTGACTGTGCTAAGGTAGCATAATCACTTGTCTTTTAAATGGGGACTGGAATGAAAGGATGTTTGGATTGAGGCTGTCTTCATACTACTTATATTAAATTGCTAAAGGGGTGAAAATTCCCCTAATGGAACATTAGACGAGAAGACCCTTAGAATTATTACAAAAATAGTGTTAACTATGAAGTGTTTGTTGGGGCAACAGGGTATTTATATAACATACTTATATATATATGTAAACAAGCAGATAATTTTATGCATGAATAATTACCTGAGGGATAACAGCATAATTTACTATAAGATTGTGACCTCGATGTTGGACTAAGGAGTTAACTTATTAGACGTAAGTTAAGATGGTTCTGTTCGAACCCTGTACCTTACATGATCTGAGTTCAGACCGG
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22.04.2020
Stagnicola palustris
Die Sumpfschnecke lebt überall in Europa in stehenden Gewässern und Flußauen mit reicher Vegetation. Sie bevorzugt einen pH-Wert um 7, mag Sümpfe und flache Abflüsse, verträgt aber auch periodisch austrocknende Gewässer.
Die hier sequenzierten und beschriebenen Sumpfschnecken sind von der Höhlensteinwiese, eine Überschwemmungswiese der Breg bei Hüfingen.
Die DNA der Sumpfschnecke ließ sich lange nicht sequenzieren. So habe ich oft einen Nematoden namens Nais communis gefunden. Es ist bekannt, dass Schnecken von viele Nematoden befallen sind. Ob diese in Symbiose oder als Schmarotzer in den Schnecken leben ist nicht bekannt. Ich behaupte hier mal dreist, dass Nais communis mit Stagnicola palustris friedlich in Symbiose lebt.
Wie die 16S rDNA sequenziert wurde bitte hier schauen.
Stagnicola palustris|21|42AF34
TAGCAGGCCGCAGTACCTTGGACTGTGCGTAAGGTAGCATAATCAATTGGCTTTTAATTGAAGTCTGGAATGAAAGGGATAATAGGAAAAAACTGTCTCAGAAAAAACTATTTGAAATTATTTAGTAAGTGAAAATACTTATATTCAGAAAAAAGACGAGAAGACCCTTAGAATTTTTATTAATAGATTCAATTTATATAAATTTTATATTTTAGTTGGGGCGACTTTGAACCATTTAAACGTTTATTAAAATACTCAACATTAAGATTTAAAAGAGCAAATTAGCTTAGGGATAACAGCATAATTTTTTATAAAGTTTGTGACCTCGATGTTGGACTAGGAACTTAATGATTAACCGTCAATATAGATTGTTCTGTTCGAACAGAAACTCCTACATGATC
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06.06.2022
Die Succinaeidae haben große, dünnschalige Gehäuse.
In den Wutachflühen soll es zwei Arten der Bernsteinschnecke geben. Die andere Art ist deutlich dunkler und bis jetzt habe ich sie noch nicht gefunden.
Die Bernsteinschnecke mag es sehr feucht und lebt deshalb gerne am Flüssen und Bächen. Diese Schnecken kommen in allen möglichen Farben und Schattierungen. Die unten lebt in der Böschung der Breg bei Bräuningen.
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22.10.2019 aktualisiert 07.12.2020
Fruticicola fruticum
Die Familie der Strauchschnecken wurde früher als Bradybaenidae, dann als Fruticicolidae und morgen vielleicht als Camaenidae bezeichnet.
Wie auch immer sie genannt wird, die Genabelte Strauchschnecke ist in Mitteleuropa wohl die einzige Vertreterin.
Unsere hier kommt in den Wutachflühen vor.
Diese hier wurden am 1. Juli 2021 auf der Länge bei Fürstenberg gesichtet:
Wie die 16S rDNA sequenziert wurde bitte hier schauen.
Ich habe hier zwei Exemplare sequenziert mit Voucher 36 und 60.
Bradybaena fruticum|36|42AF43
TTAATCAGCCGCAGTACCTTGACTGTGCAAAGGTAGCATAATCAGTTGGCCTATAATTGAGGTCTAGTATGAAAGAAATAATGGGGATAATCTGTATCCATAGTGTACTCAGAATTTACTTATTAGGTGAAAACTCCTATAACTAAATAATAGACGAGAAGACCCTAGAAATTTTCTAGAACAAGTTCTCCTTGCTTTTTGTTGGGGCGACACAGTAGCAGAGAACCGAACCTACTGAGTATTATGTGATTAGTATGTTATGAGTAAATAAATTACTCTAGGGATAACAGCATAATATTAGAAAGTTTGTGACCTCGATGTTGGACTAGGAAAGTATAGCCCAGAAGGTTATTATTAAGGCTCTGTTCGAGTTCTGTATTCCTACATGATCTGAGTTCAAACCGGAGCTCCACCCGTCCACCCC
Bradybaena fruticum|60|42AF48
TACTCAGTTGGCCTATAATTGAGGTCTAGTATGAAAGAAATAATGGGGATAATCTGTATCCATAGTGTACTCAGAATTTACTTATTAGGTGAAAACTCCTATAACTAAATAATAGACGAGAAGACCCTAGAAATTTTCTAGAACAAGTTCTCCTTGCTTTTTGTTGGGGCGACACAGTAGCAGAGAACCGAACCTACTGAGTATTATGTGATTAGTATGTTATGAGTAAATAAATTACTCTAGGGATAACAGCATAATATTAGAAAGTTTGTGACCTCGATGTTGGACTAGGAAAGTATATCCCAGAAGGTTATTATTAAGGCTCTGTTCGAGCTCTGTATTCCTACATGATCTGAGTTCAAA
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22.10.2019
Neben dem Bahnhof waren hier früher wilde Brachflächen mit abertausenden Schnecken. Ein Stück nach dem anderen wurde zugebaut und die neuen Eigenheimbesitzer haben sich für Schottergärten entschieden. So wurde alles Leben dort ausgelöscht und es gibt leider nur ein winziges Ausweichquartier Auf diese Fläche sind einige wenige der Schnecken ausgewichen, aber leider auch dort im Verschwinden begriffen.
Bei Lais 1925 hießen die Echte Heideschnecken Xerophila ericetorum. Die Östliche oder Weiße Heideschnecke hieß früher Xerophila obvia. Heute heißt die Weiße Heideschnecke Xerolenta obvia. Die Echte Heideschnecke heißt jetzt Gemeine Heideschnecke und wissenschaftlich Helicella itala oder Helicella ericetorum.
Xerophila ericetorum und Xerophila obvia wurden von Lais 1925 auf dem Randen (Baar) beschrieben.
Heute heißt die Weiße Heideschnecke Xerolenta obvia. Die Echte Heideschnecke hieß früher Xerophila ericetorum und heißt jetzt Gemeine Heideschnecke, wissenschaftlich Helicella itala oder Helicella ericetorum.
Xerophila ericetorum und Xerophila obvia wurde von Lais 1925 schon auf dem Randen (Baar) beschrieben. Die Heideschnecke mag anscheinend keinen Butsandstein.
Wie die 16S rDNA sequenziert wurde bitte hier schauen.
Die Sequenz der 16S mitochondrialen rDNA von Xerolenta obvia ist einmalig. Das heißt es läßt sich nichts gleiches momentan in der Datenbank finden. Deshalb nenne ich hiermit unsere Weiße Heideschnecke, die wohl jetzt ausgestorben ist: Bahnhofs Heideschnecke.
>Xerolenta obvia|12|42AF24
GGGCCCAATATTTCATGTGAGTATCTCCGCTCCTGGTATACTAATCAGCCGCAGTACCTTGACTGTGCTAAGGTAGCATAATCATTTGGCTTATAATTGAAGTCTGGTATGAAGGGATCAATGGGGAGCCTTTGTTTCCTCTATTTATTTCATAATTACTTATTATGTGAAGATACCTATATTTAAATATCACACGACAAGACCATACAAATTTGCTTTAATTTAATGAATTACAATATACCTGTTTGTTGAGGCGACTGAATAACCTTTAACTTATTTTATATAATTTGCACTATTTATTGTGAAAGATTAAATTACTCTACGGATAACAGCATAATTTGAATTAGTTTGTGACCTCGATGTTGGACTATGATCTTTAATACCTATAAGGAACTAAAATAATCTCTGTTCCAGCATTTATTCCTACTTGAACTGAATTCA
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10.10.2019 update 21.11.2021
In den Blättern des württembergischen Schwarzwald-Vereins von 1906, gibt es die einzige Beschreibung der Weichtiere des Schwarzwaldes der letzten Jahrhunderte. Zumindest die einzige, die ich bisher finden konnte.
Gleich am Anfang erwähnt der Autor
“In der Ruine “Kirneck” suchte ich einmal Zuflucht während eines Gewitters. Kaum waren die Mauern besprengt, so kroch Clausilia dubia zu hunderten aus den Ritzen hervor, Futter zu suchen; die Sandsteinfelsen in der Nähe aber waren gänzlich leer. “
Was liegt näher als bei Regen die Ruine Kirneck aufzusuchen und zu schauen was 113 Jahre später noch da ist?
2019 habe ich zwei Schnecken in mein Terrarium entführt. Diesen Herbst konnte ich ein fast 3 mm großes Baby entdecken! Der Film unten ist natürlich im Zeitraffer.
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